2017年5月CRISPR／Cas亮點盤點

　　基因組編輯技術CRISPR/Cas9被《科學》雜志列為2013年年度十大科技進展之一，受到人們的高度重視。CRISPR是規律間隔性成簇短回文重復序列的簡稱，Cas是CRISPR相關蛋白的簡稱。CRISPR/Cas最初是在細菌體內發現的，是細菌用來識別和摧毀抗噬菌體和其他病原體入侵的防御系統。

　　即將過去的5月份，有哪些重大的CRISPR/Cas研究或發現呢？小編梳理了一下這個月生物谷報道的CRISPR/Cas研究方面的新聞，供大家閱讀。

　　1.Cell：CRISPR基因編輯技術可用于改良西紅柿品種

　　doi:10.1016/j.cell.2017.04.032

　　從它們碩大的果實以及緊密的枝干來看，西紅柿的確是幾千年人為培育的成果。然而，許多單獨看來很有生產價值的性狀背后的基因突變結合在一起反而會產生不如人意的結果。

　　來自冷泉港的遺傳學家Zachary Lippman與同事們在鑒定出了這些有意思的基因突變之后，希望利用CRISPR基因編輯技術對西紅柿進行改造，以提高其適應環境的能力以及產量。

　　他們此前篩選了4193中不同的西紅柿品種，試圖找到與分支有關的類型。在這一篩選中，他們找到了兩類基因。這兩種基因合起來導致了分枝的過度形成，其中一個就負責關節的退化。相關結果發表在最近一期的《Cell》雜志上。

　　另外一個基因則是負責果實上方傘蓋狀葉子的形成。該性狀的具體作用目前并不清楚，但研究者們認為可能與果實的增重有關。

　　在找到了這些基因之后，研究者們利用CRISPR基因編輯技術抑制了它們的功能。除了這兩個基因之外，另外一個負責開花數量的基因也接受了改造。在眾多的改造的排列組合中，作者發現其中有一部分品種的產量得到了增加。

　　2.Nat Commun：默克開發替代性CRISPR基因組編輯方法

　　doi:10.1038/ncomms14958

　　德國達姆施塔特2017年5月17日電 /美通社/  --領先的科技公司默克(Merck)開發了一種新的基因組編輯工具，能夠讓CRISPR變得更加高效、靈活和具有特征性，由此為研究人員帶來更多的實驗選擇，并以更快的速度獲得實驗結果，從而加速藥物開發和新療法的誕生。

　　這項新技術名為“proxy-CRISPR”，能夠覆蓋先前無法到達的基因組區域。若是不開展大量重組工程工作，大多數在細菌中發現的天然CRISPR系統便無法在人類細胞中發揮作用。不過，proxy-CRISPR卻能以快速簡單的方法來提升它們的可用性，而且無需費力地對天然的CRISPR蛋白進行重組。

　　默克已經為proxy-CRISPR技術提交了多項ZL申請。而這些指向proxy-CRISPR技術的ZL申請也只是默克自2012年以來提出的眾多CRISPRZL申請的一部分。

　　默克關于proxy-CRISPR的研究文章《Targeted Activation of Diverse CRISPR-Cas Systems for Mammalian Genome Editing via Proximal CRISPR Targeting》（借助近端CRISPR靶標，有目的性地激活多元化CRISPR-Cas系統，從而進行哺乳動物基因組編輯）在2017年4月7日版的《Nature Communications》（自然通訊）上發表。這篇文章主要是解釋如何通過為DNA切割來開放基因組，使得CRISPR變得更加高效、靈活和具有特征性，從而讓研究人員獲得更多的編輯選擇。

　　3.讓醫生仍束手無策的常見致盲眼病，基因編輯技術有望攻克

　　doi:10.1038/cr.2017.57

　　視網膜色素變性是一種遺傳疾病，有60多種基因突變都會導致視網膜色素變性，目前沒有有效的治療手段，無數患者從小就籠罩在失明的陰影之下。

　　近日，廣州市婦女兒童醫療中心珠江新城院區眼科副主任朱潔博士科研團隊發表了一項突破性科研成果，他們通過對視細胞進行基因編輯，能有效防止視網膜細胞變性，并保留視網膜組織感光功能，有望幫助視網膜色素變性的患者擺脫失明的陰影。

　　視細胞分為視桿細胞與視錐細胞，前者分布在視網膜的周邊區域，負責感受暗光、弱光、余光，后者分布在視網膜的中心區域，負責感受明光、強光和色覺等精確視覺。朱潔介紹，視桿細胞和視錐細胞其實是由同一種前體細胞分化而來，Nrl與Nr2e3兩種基因可以調控前體細胞分化為視桿細胞，而抑制這兩種基因的表達，可以分化出更多的視錐細胞，甚至可以將部分視桿細胞轉化為視錐細胞。

　　基于這些發現，朱潔團隊提出了一種新的治療思路：通過國際通用的CRISPR-Cas9基因編輯技術，敲除視細胞上Nrl與Nr2e3這兩個基因，使得前體細胞更多地分化為視錐細胞，甚至使得已有的視桿細胞轉化為視錐細胞，這就能使得視網膜更不容易產生病變。

　　通過在因視網膜色素變性而導致失明的小鼠模型上進行實驗，團隊取得了初步成功：經過這種基因治療的小鼠，在光照下可以檢測到明顯的視覺電信號的波動，意味著小鼠能“看見”，而對照組小鼠的視覺電信號則很微弱，顯示它們已經接近失明。

　　研究顯示，這一基因治療方法可以有效防止細胞變性，并保留組織功能。近日，這項研究成果發表在了知名國際學術期刊《細胞研究》上。

　　4.微生物所在CRISPR適應機制方面取得系列進展

　　CRISPRs-Cas系統是廣泛存在于細菌和古菌中的適應性核酸免疫系統。該系統具有豐富多樣的功能組分和核酸處理機制，為人類提供了迄今最高效的基因組編輯技術（如CRISPR-Cas9系統）和基因檢測技術（如CRISPR-C2c2/Cas13a系統），同時也為理解生命的進化與適應機制提供了前沿窗口。中國科學院微生物研究所微生物資源前期開發國家重點實驗室向華研究組是我國較早從事CRISPR-Cas系統基礎研究的團隊，面對國際上長期缺乏CRISPR從純病毒高效獲取spacer的適應系統的困境，于2014年在古菌中建立了首個（所有系統中第二個）CRISPR-Cas系統對純病毒的高效適應體系，揭示了嗜鹽古菌I-B型CRISPR高效適應需要“引發”的本質，首次提出了引發適應可能是CRISPR系統在自然界對病毒發生高效適應的主要模式這一重要論斷；并進一步發現除高效性外，引發適應還通過巧妙的PAM驗證實現了嚴格的異己區分和高效的防病毒逃逸機制，回答了困擾科學家多年的CRISPR適應過程的高效性及異己區分難題（Nucleic Acids Res.， 2014，42：2483–2492；Nucleic Acids Res.， 2014，42：7226–7235）。相關工作作為CRISPR適應領域的重要發現已被Nature， Cell， Science， PNAS 等引用80余次。最近，向華研究組通過對該CRISPR系統的人工改建，又在CRISPR適應過程中spacer的長度決定和定點整合的位點識別機制方面連續取得了新的進展（Nucleic Acids Res.， 2016，44：4266–4277；Nucleic Acids Res.， 2017，45 ： 4642-4654）。

　　CRISPR適應過程中，spacer整合反應往往發生于CRISPR結構的leader端且與其緊鄰的repeat將發生精確復制。長期以來，國際上普遍認為整合復合物先識別repeat的一端，再通過嚴格的分子尺機制識別另一端，從而確定新復制repeat的尺寸和序列。但有意思的是，多個研究團隊傾向于先識別序列保守的“repeat近leader”端，而另外有實驗室則認為是先識別“repeat遠leader”端。向華研究組巧妙設計了一個引發-整合相分離的CRISPR高效適應系統，通過系統的掃描突變鑒定了repeat內部兩個關鍵的整合識別元件。其中，元件1（AACCC）嚴格位于“近leader”端整合位點的下游10 bp處，而“遠leader”端整合反應嚴格地發生于元件2（GTGGG）下游約10 bp處。上述兩元件為repeat識別所必需，且其間距的增減可在一定范圍內相應增減repeat的固有尺寸，這說明在spacer整合過程中并不存在repeat長度的分子尺機制，而是整合復合物先識別近leader的repeat的內部關鍵元件，并通過10-bp左右的分子尺識別兩端的整合反應位點（Nucleic Acids Res.， 2016，44：4266–4277）。有意思的是，這一重要發現發表不久，很快得到了國際上其他團隊在大腸桿菌中實驗數據的支持，說明了該機制在不同CRISPR系統中具有普遍性。

　　關于spacer長度決定機制，2016年國際上兩家重要實驗室幾乎同時解析了大腸桿菌spacer獲取機器（Cas1-Cas2復合物）在底物結合狀態下的晶體結構，他們發現該復合物的結構性限制提供了一個固定的分子尺，并界定了spacer的長度。但令人費解的是，在其它大多數的CRISPR系統中，spacer長度并非固定不變，而是具有一定的尺寸多態性。向華研究組進一步設計了一個CRISPR單一引發的適應系統，利用高通量測序技術，分析了近4萬個新spacer的獲取過程，發現與自然界已有的數據一樣，這些spacer的尺寸并非固定不變，而是在一定范圍內呈現正態分布。有意思的是，他們通過生物信息學分析檢測到在spacer倒數第三個堿基位點上的胞嘧啶（C）偏好性，對相應位點的突變則可改變獲取spacer的尺寸。該高通量數據結合分子遺傳學實驗分析，首次發現spacer獲取機器不僅識別protospacer 5’一側的PAM序列，而且識別protospacer 3’端的部分序列，這一序列特異性識別可對獲取機器的分子尺機制進行微調，從而導致了spacer尺寸的多態性。該spacer獲取的大數據分析工作，還觀測到了適應機器在病毒模板上的滑脫（slip）和在整合過程中的翻轉（flip）現象，并進一步證明了引發適應過程中雙向尋取spacer的滑動（sliding）假說（Nucleic Acids Res.， 2017，45 ： 4642-4654）。

　　5.科學家創建簡單高效棉花內源基因編輯篩選方法

　　doi:10.1038/srep44304

　　近日，中國農業科學院棉花研究所棉花抗逆鑒定課題組創建了一種簡單高效的耐鹽相關內源基因編輯突變體篩選方法，應用 CRISPR/Cas9 系統精確有效地編輯棉花的兩個耐鹽相關的內源基因，為棉花的基因功能研究和分子育種提供了新思路。相關論文在線發表于《 科學報告 》。

　　CRISPR/Cas9 來自微生物的免疫系統，其利用一種 Cas9 酶，把一段作為引導工具的小 RNA 識別靶標 DNA 位點，就能在此處對 DNA 進行切斷或做其他改變。以往研究表明，CRISPR/Cas9 系統可以在多種植物中對靶標基因進行高效編輯。作為異源四倍體棉花的陸地棉基因組大而復雜，獲得目標基因突變體的難度非常大，耐鹽性的研究是世界性難題，而 CRISPR/Cas9 系統為獲得棉花耐鹽突變體提供了非常好的思路。

　　科研人員研究發現，對選取的棉花兩個與耐鹽相關的內源基因 GhCLA1 和 GhVP， CRISPR/Cas9 在棉花的原生質體中表達后，兩個基因靶標位點的突變大部分是堿基的替換，而在轉基因棉花植株中，該系統造成的靶標位點突變大部分是堿基的缺失。研究還發現，CRISPR/Cas9 系統在棉花細胞中具有目標特異性，即只瞄準那些為它們設定的目標基因。基于棉花基因組大而復雜的特點，該研究表明利用 CRISPR/Cas9 系統成功創建了一種對棉花內源基因編輯和篩選突變體的有效方法。

　　6.CRISPRZL爭奪者再放大招！Nature、Cell兩篇文章發現10種用于疾病診斷的CRISPR酶

　　doi:10.1016/j.molcel.2017.04.008； doi:10.1038/nature19802

　　圖片來自Bryan Satalino。

　　最近來自加利福尼亞大學的研究人員通過研究描述了10種新型的CRISPR酶，這些酶一旦被激活其行為就像“吃豆人”一樣能夠“嚼碎”RNA，因此這些酶類或許能作為診斷傳染性病毒的敏感檢測器。這種新型的酶類是CRISPR蛋白—Cas13a的突變體，去年9月，來自伯克利的研究人員利用該蛋白實現了對來自病毒RNA的特異性序列進行檢測，同時研究者表示，一旦CRISPR—Cas13a同其靶點RNA相結合后，其就會開始切割RNA，從而就能夠輕松切掉和受體分子相關的RNA，并且產生熒光幫助研究者進行信號檢測。

　　此前來自博德研究所的兩個研究小組相繼對CRISPR—Cas13a和RNA進行配對，并將構建好的新系統命名為SHERLOCK系統，該系統能夠在極低濃度下對病毒的RNA進行檢測，比如對登革熱和寨卡病毒的RNA進行檢測等。諸如這種系統就能夠用來檢測任何類型的RNA，包括癌細胞特異性的RNA。

　　當伯克利和博德研究所的研究人員發現使用的原始的Cas13a酶僅能夠在特定核苷酸位點（尿嘧啶）對RNA進行切割時，本文中研究者發現了其中三種新型的Cas13a突變體則能夠在腺嘌呤位點切割RNA，這種差異性就能夠實現同時檢測兩種不同的RNA分子，比如來自兩種不同病毒的RNA。研究者Alexandra East-Seletsky表示，我們通過深入研究發現了具有不同核苷酸的Cas13a家族的其它同系物，這就能夠對攜帶紅色和綠色熒光信號的不同受體分子進行同時檢測，從而幫助研究者開發多通道的酶類檢測系統。

　　研究者East-Seletsky表示，把Cas13a與RNA靶點結合看作一種開關，靶向作用該開關就能夠開啟酶類的表達使其成為細胞中的“吃豆人”來切割附近的RNA分子。發表在Nature雜志上的研究報告中，伯克利的研究人員討論了CRISPR—Cas13a所具有的活性是否能在細菌中扮演關鍵角色，從而幫助細菌殺滅感染性的病毒或噬菌體，作為一些細菌的部分免疫系統組分，CRISPR—Cas13a能夠促進感染的細胞自殺從而幫助抵御其它細菌細胞免于被感染，類似的非CRISPR自殺細菌在其它其中中也存在。

　　隨后研究人員對細菌基因組數據庫進行搜尋，發現了10個其它的Cas13a樣蛋白，隨后研究者對這些蛋白進行了合成，并且評估其切割RNA的能力，其中有7個蛋白類似原始的Cas13a，另外3個則能夠對RNA進行切割。基于前期的研究結果，研究人員表示，他們或許能夠多元化地使用這些酶類，并且擴展該技術的使用范圍，CRISPR-Cas13a家族或許還有其它多種用途，比如進行RNA檢測等。最后研究者Doudna說道，我們未來的研究目的就是開發用于多個醫療點診斷的強大Cas13a酶類家族。

　　7.Mol Ther：重磅！科學家成功利用CRISPR/Cas9消除活體動物的HIV-1感染

　　doi:10.1016/j.ymthe.2017.03.012

　　由于病毒能夠在潛在的病毒庫中隱藏起來，因此徹底治愈HIV感染的愿望目前依然十分渺茫，近日，一項刊登在國際雜志Molecular Therapy上的研究報告中，來自天普大學和匹茲堡大學的研究人員通過聯合研究發現，他們能夠從活體動物的基因組中切除HIV的DNA從而消除HIV引發的后期感染，同時本文中研究人員也首次在三種不同的動物模型中實現了這一“壯舉”，包括人源化的小鼠模型（移植入人類免疫細胞的小鼠模型）和感染病毒的小鼠模型等。

　　文章中，研究者通過研究首次發現，利用“基因魔剪”CRISPR/Cas9能夠完全關閉HIV-1的復制，并且消除動物機體受感染細胞中的病毒。本文研究基于研究人員2016年的一項概念驗證研究，此前研究人員利用轉基因的大鼠和小鼠模型進行研究，研究者將HIV-1的DNA摻入到了動物模型機體每個組織的基因組中；結果發現，這種策略能夠去除實驗動物機體中大部分組織基因組中的HIV-1靶向片段。

　　研究者Hu表示，這項研究的意義非常重大，我們證實了此前研究的結果，同時也改善了基因編輯策略的效率，同時我們發現這種基因編輯策略在另外兩種小鼠模型中也是有效的，其中一種模型中小鼠細胞表現出急性感染的狀況，另外一種模型在人類細胞中表現出了慢性或潛在的感染。

　　8.Nature Methods：兩種新型 CRISPR 脫靶效應的分析方法

　　doi:10.1038/nmeth.4278； doi:10.1038/nmeth.4284

　　昨日，在 Nature Methods 同時刊登的兩篇研究中，發表了兩種分析 CRISPR/Cas -9 基因組編輯脫靶效應的新方法。其中一種方法可以鑒定細胞類型特異性 SNP 相關的脫靶突變，另一種則可以檢測潛在脫靶切割位點。

　　第一項研究中，來自麻省綜合醫院（MGH）和哈弗大學的研究人員開發了一種通過測序體外檢測切割效應的方法，稱作 CIRCLE-seq，該方法是一種高度靈敏的體外篩查法，比現有識別 CRISPR/Cas9 全基因組脫靶突變的細胞學或生化方法更有效。

　　研究人員檢測了新方法的靈敏性，將靶向 HBB 基因的 sgRNA 的脫靶結果與利用另一種方法 Digenome-seq 識別的脫靶結果進行比較。他們發現 CIRCLE-seq 鑒定出了 Digenome-seq 已檢測到的 29 個位點中的 26 個，并且還檢測到 156 個其他方法無法檢測的新位點。

　　研究人員表示，“這些結果表明，與 Digenome-seq 檢測到的結果相比，CIRCLE-seq 具有更高的信噪比，而且使用的測序 reads 減少了一百倍，這可能是由于該技術在識別全基因組范圍脫靶位點方面具有更高的靈敏度。”

　　第二項研究中，來自馴鹿生物科學實驗室和美國杜邦公司的研究人員描述了一種生化方法，稱作 SITE-Seq，該技術使用了 sgRNA 編程的 Cas9 對基因組 DNA 中的剪切位點序列進行識別。 “我們使用 SITE-Seq 檢測靶向人類基因組的 sgRNA 與 Cas9 的特異性。識別的位點數量依賴于 sgRNA 序列和核苷酸濃度。低濃度條件下鑒定到的位點更有可能是細胞中的脫靶突變。”研究小組說，“細胞中具有活性的脫靶位點會受到 sgRNP 傳遞、細胞類型和在核苷酸環境接觸的持續時間影響。總而言之，我們的結果強調了在評估核苷酸活性和特異性時，將全面的脫靶位點生化識別方法與基于細胞的活性檢測方法結合的有效性。”

　　SITE-Seq 過程包括了選擇性的標記、富集、測序，以及將將切割后的基因組 DNA 與對應的參考基因組比對。最終比對結果中，sgRNP 切割產生的位點會生成一個特殊的信號，可以通過計算檢測，研究人員還表示，這個信號與 Digenome-seq. 檢測到的信號相似。

　　此外，研究人員在 Cas9 消化處理的人類胚腎基因組 DNA 中檢測了該方法，結果發現 SITE-Seq 靶向的 771 個生化切割位點。研究人員接下來將 AAVS1 sgRNA 轉染到穩定表達 Cas9–GFP 的 HEK293 細胞中，3 天后進行脫靶編輯。他們從最初的 771 個包含大范圍核苷酸替換的位點中選擇了 68 個位點進行評估，發現 29 個細胞脫靶位點的突變頻率在 0.1%~66.6%。

　　研究小組在文章提到，“綜合考慮，這些數據表明 SITE-Seq 可以確保檢測到所有的 sgRNP 生化切割位點，進而精確定位這些在細胞環境中積累了脫靶突變的靶點。”

　　9.HMG：美國科學家靈長類動物基因編輯試驗首獲成功

　　doi:10.1093/hmg/ddx154

　　小鼠是人類醫學進步研究的良好基礎模型，然而其機體尺寸和生理學特性的差異也讓它們缺少了人類醫學研究的重要領域，包括神經學和生殖學領域的研究等。近日，一項刊登在國際雜志Human Molecular Genetics上的研究報告中，來自密歇根州立大學等機構的研究人員通過研究首次利用CRISPR/Cas9基因編輯技術對獼猴胚胎進行了編輯，這也就是在美國進行的首個非人類靈長類動物的基因編輯。

　　這項研究能夠幫助研究人員尋找在非人類的靈長類動物中進行的基因編輯技術，同時以此基因編輯后的靈長類動物作為模型來開發治療疾病的新型療法，包括藥理學、基于基因和干細胞的療法等。研究者Keith Latham說道，這項研究中我們首次實現了利用CRISPR在非人類的靈長類胚胎中進行基因編輯；利用非人類的靈長類胚胎進行研究非常重要，因為其非常接近于人類的機體狀況，這就能夠更好地幫助我們開發更好的療法，并且有效抑制臨床試驗中可能出現的一些額外風險。

　　靈長類動物能夠更好地作為人類多種疾病研究的模型，比如在一些外科手術、植入物、假肢的開發和其它療法中，靈長類動物都要優于嚙齒類動物。除了小鼠之外，CRISPR基因編輯技術在很多物種中都表現出了巨大的基因編輯潛力，如今在美國研究人員在靈長類動物中進行基因編輯或許能夠讓更多的科學家進行模型整合用來進行更為深入的研究。

　　10.Cell子刊：利用CRISPR編輯干細胞抵抗關節炎

　　doi:10.1016/j.stemcr.2017.03.022

　　在一項新的研究中，研究人員利用新的基因編輯技術改造小鼠干細胞，使得它們能夠抵抗關節炎和其他的慢性疾病導致的炎癥。這些經過改造的干細胞，被稱作SMART細胞（Stem cells Modified for Autonomous Regenerative Therapy，干細胞經修飾用于自主再生療法），產生制造一種抗炎性生物制劑藥物的軟骨細胞。在理想情況下，這些軟骨細胞將替換關節炎性軟骨，同時保護關節和其他的組織免受慢性炎癥中發生的損傷。相關研究結果于2017年4月27日在線發表在Stem Cell Reports期刊上，論文標題為“Genome Engineering of Stem Cells for Autonomously Regulated, Closed-Loop Delivery of Biologic Drugs”。論文通信作者為華盛頓大學圣路易斯醫學院整形外科教授Farshid Guilak博士。

　　SMART細胞是由來自華盛頓大學圣路易斯醫學院、圣地兄弟會圣路易斯兒童醫院、杜克大學和Cytex醫療公司（Cytex Therapeutics Inc.）的研究人員合作開發出來的。這些研究人員首先從小鼠尾部提取出皮膚細胞，將它們轉化為干細胞。隨后，利用基因編輯工具CRISPR對體外培養的干細胞進行編輯，他們移除了炎性通路中的一種關鍵基因，并且利用編碼一種抵抗炎癥的生物制劑藥物的基因替換它。

　　11.Nat Biotechnol：新型基因編輯策略或有望攻克癌癥

　　doi:10.1038/nbt.3843

　　最近，一項刊登在國際雜志Nature Biotechnology上的研究報告中，來自匹茲堡大學醫學院的研究人員通過研究利用CRISPR基因編輯技術開發出了一種新型的基因療法，這種基因療法能夠有效靶向作用促癌“融合基因”，并且改善惡性肝癌和前列腺癌小鼠模型的生存率。

　　研究者Jian-Hua Luo表示，這項研究中我們首次利用基因編輯技術特異性地靶向作用癌癥融合基因，這也為后期我們開發治療癌癥的新型療法提供了一定線索。融合基因通常和癌癥發病相關，當先前分離的基因結合在一起候就會形成融合基因，隨后融合基因就會產生一種異常蛋白誘發癌癥發生。

　　當前研究中，研究人員成功利用CRISPR-Cas9基因編輯技術靶向作用融合基因所形成的特殊DNA序列，研究者利用病毒來運輸基因編輯工具，對融合基因中的突變DNA進行切割，同時以能夠誘發癌細胞死亡的基因替換突變的DNA，由于融合基因僅在癌細胞中存在，因此基因療法就具有高度的特異性，當基因療法進入臨床試驗后其往往也會帶來更少的副作用。

　　研究人員利用接受人類前列腺癌細胞和肝癌細胞移植物的小鼠模型進行研究，對癌癥融合基因進行編輯能夠使得腫瘤尺寸降低30%，在為期8周的觀察性研究中，并沒有小鼠表現出任何癌癥轉移跡象，所有小鼠均存活。相比較而言，在利用病毒治療切除另外一種并非在腫瘤中存在的融合基因的對照小鼠中，腫瘤尺寸增加了將近40倍，而且大部分動物機體中都觀察到了癌癥轉移，在實驗結束之前所有的動物都死亡了。

　　12.Nat Biotechnol：新型模型或有望幫助開發根治結腸癌的新型療法

　　doi:10.1038/nbt.3836； doi:10.1038/nbt.3837

　　圖片摘自：Wikipedia/CC BY-SA 3.0

　　日前，發表在國際雜志Nature Biotechnology上的一篇研究報告中，來自MIT的研究人員利用CRISPR基因編輯系統對小鼠進行研究發現，小鼠機體中或許能夠產生和人類機體腫瘤非常相似的結腸腫瘤，相關研究或能幫助科學家闡明疾病進展的分子機制以及開發新型的治療方法。

　　一旦形成后很多實驗性的腫瘤都會擴散到肝臟中，這就好像人類結腸癌的慣用做法，這些轉移是誘發結腸癌患者死亡的主要原因。然而這也是結腸癌研究中缺失的重要一環，目前并沒有可靠的方法能夠闡明原發性腫瘤從結腸部位轉移到肝臟中的具體過程。研究者Tyler Jacks說道，基于CRISPR的基因編輯技術能夠為癌癥研究帶來革命性的改變，包括更加快速且精準的構建小鼠模型，當然本文研究就是一個很好的例子。

　　這項最新研究中，研究人員就利用CRISPR技術在類器官中引入了促癌突變，隨后通過結腸鏡檢查將產生突變的類器官運輸到結腸中，這樣其就能夠進行吸附并且形成腫瘤組織了。研究者Yilmaz表示，我們能夠將3-D迷你腸腫瘤植入到受體小鼠的結腸中，這就能夠對人類疾病的多個方面進行清楚研究和描述了。

　　研究者表示，在人類患者中，突變絕對不會只發生一次，隨著腫瘤的進展突變會不斷發生，而且其還會促進腫瘤變得惡性，更具侵襲性和轉移性，如今研究者就需要在小鼠中模擬這些狀況。隨后研究人員讓類器官攜帶一種名為APC的基因突變，這種基因突變是引發80%結腸癌患者的癌癥起始突變，一旦腫瘤建立，其就會引入另外一種名為KRAS的突變，這種突變在結腸癌和很多類型的癌癥中都存在。

　　隨后科學家們通過對APC基因進行編輯，將CRISPR系統組分直接運輸到結腸壁中來快速模擬結腸癌，同時他們加入CRISPR組分來對p53基因進行編輯，研究者Roper說道，這種新方法能夠將過去開發遺傳工程化小鼠的兩年時間縮減到如今的幾個月，同時還加入了攜帶CRISPR的基本基因編輯技術，同時研究者還利用p53和KRAS闡明了這一原則，CRISPR編輯技術和類器官的移植方法能夠被用來快速模擬任何可能性的癌癥相關基因。

　　這項研究中，研究者還能夠將來自患者機體中的腫瘤細胞生長在類器官中，隨后這些類器官能夠被植入到小鼠機體中，這就為醫生們提供了一種新方法來進行個體化醫學的研究，這樣他們就能夠檢測多種療法抵御患者自身腫瘤細胞的療效。目前研究者Yilmaz及其同事正在利用這些技術來研究諸如代謝、飲食以及老化等多種因子影響結腸癌發展的分子機制，同時研究人員還希望利用這種新技術來對潛在的新型結腸癌藥物進行檢測。