流式細胞術的展望

流式細胞儀從細胞技術開始發展到今天，60年代至70年代是其飛速發展時期，激光技術、噴射技術以及計算機的應用使流式細胞儀在原理和結構上形成了固定的模式。
80年代則是流式細胞儀的商品化時期，這期間不斷有新型號的儀器推出，在多參數檢測技術上不斷提高。
進入90年代，隨著微電子技術特別是計算機技術的發展，計算能力不斷提高，流式細胞儀的功能也越來越強大。在數據管理、數據分析方面有了長足進步。但是，在技術原理和設計方面并沒有突破性的進展。人們的注意力開始轉向流式細胞儀的應用，新的熒光探針、新的熒光染料、新的染色方法不斷推出，使流式細胞技術在新的細胞參數分析方面日益發展。
從新推出的儀器看，流式細胞儀會在硬件上不斷更新，采用更新的器件（如半導體激光、大規模集成電路），以實現小型化；用數字電路取代模擬電路，充分發揮微處理器的功能以實現簡單化；在軟件上提高數據自動分析能力，充分發揮圖形界面的優點，使操作更加簡便。
目前，FCM是定量外周血中HPC的參考方法，廣泛應用于外周血干細胞移植實驗室，用于決定PBSC采集的時機及評價外周血采集液的收益。其基本原理為熒光免疫分析，即根據外周血與骨髓中HPC表達同樣的CD34抗原(CD34+)，并利用熒光標記CD34抗體與HPC膜表面CD34抗原結合，在特定波長的激光照射下，檢測CD34+胞發出的熒光強度并結合其光學特性，即較低的側向散射（SSC）和較高的前向散射（FSC），從而檢測CD34+細胞。CD34+細胞實際上包括所有的HPC，如CFU-GM，紅細胞暴發形成單位(BFU-E),巨核細胞形成單位（CFU-Mk）,混合細胞集落形成單位（CFU-Mix）和原始細胞集落形成單位（CFU-Blast）。后兩種HPC明顯具有許多干細胞的特征，如它們可以自我更新，也可定向分化為一定數目的造血細胞系。體內試驗也發現，經過致死劑量照射的狒狒移植足夠數量的自體CD34+細胞，可以完全恢復其造血功能，同樣的現象也可在經過骨髓、摧毀性治療的病人中出現。有人認為，CD34+細胞在功能上可根據是否表達CD33抗原而分為2個細胞群。早期的HPC，如CFU-Blast和LTC-IC僅表達Q CD34抗原（CD34+/CD33-），而較為成熟的定向祖細胞可同時表達CD34和CD33抗原（CD34+/CD33+）。還有人根據CD38抗原表達與否，將CD34+細胞分為CD34+/CD38-和CD34+/CD38+兩個亞型，并且認為LTC-IC主要分布于CD34+/CD38-亞型，而更為原始的ELTC-IC則僅分布于CD34+/CD28-細胞群，說明CD34+/CD38-亞型性質上更接近PBSC。
回顧性資料表面，移植經歷了與移植物中不同分化程度的HPC有關的兩個階段。起初，與早期造血恢復有關的是移植 物中定向祖 細胞（committed progenitor cell）；繼之，持續性的移植 相由多能造血干細胞產生。因此，周血中不同分化程度的HPC，對指導干細胞采集及移植成功尤為必要。目前多參數及雙參數流式細胞低度均可通過CD34、CD33和CD38抗體等檢測標本中不 同CD34+細胞亞型，來決定采血的時機和預測移植效果。Barnett等報道，采集液CD34+細胞數量與外周血中CD34+細胞百分率顯著相關（r=0.71），并且認為準確計數循環中CD34+細胞，可更好地預測采集液中造血干/祖 細胞含量。Weaver等觀察692例患者外周血祖細胞（PBPC）采集液中CD34+細胞、單個核細胞、集落形成單位的數量與移植動力學關系，認為PBPC采集液中CD34+細胞含量是預移植后中性粒細胞和血小板數量回升最有力的指標。雖然，FCM測定CD34+細胞是檢測HPC數量的參考方法，但仍有一些技術問題有待解決：（1）單平臺分析代替傳統雙平臺分析的可行性；（2）應對單平臺FCM分析實驗室進行多中心的橫向研究；（3）標本制備方法；（4）確定引起移植后快速和長期造血功能恢復的不同干細胞亞型及移植所需數目等。此外，FCM法需特殊儀器，操作技術要求高，價格昂貴，結果的重復性欠佳，促使人們追求更經濟、快捷、簡便的方法。